سال 12، شماره 6 - ( بهمن-اسفند 1397 )
جلد 12 شماره 6 صفحات 381-371 |
برگشت به فهرست نسخه ها
Download citation:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
Dadgar T, Vahedi Z, Yazdansetad S, Kiaei E, Asaadi H. Phenotypic Investigation of Biofilm Formation and the Prevalence of icaA and icaD Genes in Staphylococcus epidermidis Isolates . Iran J Med Microbiol 2019; 12 (6) :371-381
URL: http://ijmm.ir/article-1-894-fa.html
URL: http://ijmm.ir/article-1-894-fa.html
دادگر تینا، واحدی زهرا، یزدان ستاد سجاد، کیایی الهه، اسعدی هانیه. ارزیابی فنوتیپی تشکیل بیوفیلم و تعیین حضور ژن‌های icaA و icaD در جدایه‌های بالینی استافیلوکوکوس اپیدرمیدیس . مجله میکروب شناسی پزشکی ایران. 1397; 12 (6) :371-381
تینا دادگر 
1، زهرا واحدی2 ، سجاد یزدان ستاد3 ، الهه کیایی4 ، هانیه اسعدی5
1، زهرا واحدی2 ، سجاد یزدان ستاد3 ، الهه کیایی4 ، هانیه اسعدی5
1- گروه زیست‌شناسی، واحدگرگان، دانشگاه آزاد اسلامی، گرگان، ایران ، dadgar_teena@yahoo.com
2- گروه زیست‌شناسی، واحدگرگان، دانشگاه آزاد اسلامی، گرگان، ایران
3- گروه میکروب‌شناسی، دانشکدۀ پزشکی، دانشگاه علوم پزشکی گلستان، گرگان، ایران
4- باشگاه پژوهشگران جوان، واحدگرگان، دانشگاه آزاداسلامی، گرگان، ایران
5- گروه میکروب‌شناسی و انگل‌شناسی، دانشکدۀ پزشکی، دانشگاه علوم پزشکی بوشهر، بوشهر، ایران
2- گروه زیست‌شناسی، واحدگرگان، دانشگاه آزاد اسلامی، گرگان، ایران
3- گروه میکروب‌شناسی، دانشکدۀ پزشکی، دانشگاه علوم پزشکی گلستان، گرگان، ایران
4- باشگاه پژوهشگران جوان، واحدگرگان، دانشگاه آزاداسلامی، گرگان، ایران
5- گروه میکروب‌شناسی و انگل‌شناسی، دانشکدۀ پزشکی، دانشگاه علوم پزشکی بوشهر، بوشهر، ایران
چکیده: (8494 مشاهده)
زمینه و هدف: مهم‌ترین فاکتور در بیماری‌زایی استافیلوکوکوس اپیدرمیدیس توانایی تشکیل بیوفیلم است. شناسایی سویه‌های ایجادکنندۀ بیوفیلم با استفاده از یک روش مناسب و شناخت مکانیسم‌های اتصالی آنها در تولید بیوفیلم می‌تواند به فهم درست استفاده از تجهیزات پزشکی مصنوعی و جلوگیری از افزایش مقاومت به داروها کمک کند. هدف از این مطالعه، ارزیابی روش‌های فنوتیپی (لوله‌ای، کنگورد آگار و میکروتیتر پلیت) و روش مولکولی PCR با ژن‌های icaA و icaD برای شناسایی بیوفیلم استافیلوکوکوس اپیدرمیدیس و تعیین الگوی مقاومت دارویی و رابطۀ آن با تشکیل بیوفیلم در نمونه‌های بالینی و ناقلین سالم بود.
مواد و روش‌کار: عداد ۵۰ جدایۀ بالینی و ۴۰ جدایه از ناقلین استافیلوکوکوس اپیدرمیدیس با استفاده از روش‌های فنوتیپی لوله‌ای، کنگورد آگار و میکروتیتر پلیت و روش مولکولی PCR با ژن‌های icaA و icaD بررسی شدند. مقاومت آنتی‌بیوتیکی سویه‌ها با استفاده از روش دیسک دیفیوژن براساس استانداردهای CLSI انجام شد.
یافته‌ها: با استفاده از روش لوله‌ای ۶۳/۳۴درصد از جدایه‌ها و با استفاده از روش کنگورد آگار ۳۷/۷۸درصد و با روش میکروتیتر پلیت ۶۷/۷۹درصد جدایه‌ها، توانایی تشکیل بیوفیلم را داشتند. تفاوت معنی‌داری بین دو گروه بیمار و ناقل مشاهده نشد. icaA در ۱۰۰درصد و icaD در ۸۵/۲۴درصد سویه‌های تشکیل‌دهندۀ بیوفیلم شناسایی شد.
نتیجه‌گیری: مقایسۀ بین روش‌های فنوتیپی و روش‌های مولکولی با استفاده از ژن‌های icaA و icaD برای تشخیص بیوفیلم نشان داد که MTP بهترین روش برای تشخیص بیوفیلم با بیشترین حساسیت و اختصاصیت است و استفادۀ هم‌زمان آن با روش‌های مولکولی توصیه می‌شود.
مواد و روش‌کار: عداد ۵۰ جدایۀ بالینی و ۴۰ جدایه از ناقلین استافیلوکوکوس اپیدرمیدیس با استفاده از روش‌های فنوتیپی لوله‌ای، کنگورد آگار و میکروتیتر پلیت و روش مولکولی PCR با ژن‌های icaA و icaD بررسی شدند. مقاومت آنتی‌بیوتیکی سویه‌ها با استفاده از روش دیسک دیفیوژن براساس استانداردهای CLSI انجام شد.
یافته‌ها: با استفاده از روش لوله‌ای ۶۳/۳۴درصد از جدایه‌ها و با استفاده از روش کنگورد آگار ۳۷/۷۸درصد و با روش میکروتیتر پلیت ۶۷/۷۹درصد جدایه‌ها، توانایی تشکیل بیوفیلم را داشتند. تفاوت معنی‌داری بین دو گروه بیمار و ناقل مشاهده نشد. icaA در ۱۰۰درصد و icaD در ۸۵/۲۴درصد سویه‌های تشکیل‌دهندۀ بیوفیلم شناسایی شد.
نتیجه‌گیری: مقایسۀ بین روش‌های فنوتیپی و روش‌های مولکولی با استفاده از ژن‌های icaA و icaD برای تشخیص بیوفیلم نشان داد که MTP بهترین روش برای تشخیص بیوفیلم با بیشترین حساسیت و اختصاصیت است و استفادۀ هم‌زمان آن با روش‌های مولکولی توصیه می‌شود.
نوع مطالعه: مقاله پژوهشی |
موضوع مقاله:
باکتری شناسی پزشکی
دریافت: 1397/9/14 | پذیرش: 1397/11/10 | انتشار الکترونیک: 1398/1/9
دریافت: 1397/9/14 | پذیرش: 1397/11/10 | انتشار الکترونیک: 1398/1/9
فهرست منابع
1. Otto M. Staphylococcus epidermidis—the'accidental'pathogen. Nat Rev Microbiol. 2009; 7(8): 555. [DOI:10.1038/nrmicro2182]
2. Mack D, Becker P, Chatterjee I, Dobinsky S, Knobloch JK, Peters G, Rohde H, Herrmann M. Mechanisms of biofilm formation in Staphylococcus epidermidis and Staphylococcus aureus: functional molecules, regulatory circuits, and adaptive responses. Int J Med Microbiol. 2004; 294(2-3): 203-12. [DOI:10.1016/j.ijmm.2004.06.015]
3. Ciofu O, Mandsberg LF, Wang H, Høiby N. Phenotypes selected during chronic lung infection in cystic fibrosis patients: implications for the treatment of Pseudomonas aeruginosa biofilm infections. FEMS Immunol Med Microbiol. 2012; 65(2): 215-25. [DOI:10.1111/j.1574-695X.2012.00983.x]
4. Høiby N, Bjarnsholt T, Givskov M, Molin S, Ciofu O. Antibiotic resistance of bacterial biofilms. Int J Antimicrob Agents. 2010; 35(4): 322-32. [DOI:10.1016/j.ijantimicag.2009.12.011]
5. Bazzaz BS, Khameneh B, Zarei H, Golmohammadzadeh S. Antibacterial efficacy of rifampin loaded solid lipid nanoparticles against Staphylococcus epidermidis biofilm. Microbial pathogenesis. 2016; 93: 137-44. [DOI:10.1016/j.micpath.2015.11.031]
6. Costerton JW, Stewart PS, Greenberg EP. Bacterial biofilms: a common cause of persistent infections. Science. 1999; 284(5418): 1318-22. [DOI:10.1126/science.284.5418.1318]
7. De Silva GD, Kantzanou M, Justice A, Massey RC, Wilkinson AR, Day NP, Peacock SJ. The ica operon and biofilm production in coagulase-negative staphylococci associated with carriage and disease in a neonatal intensive care unit. Journal of clinical microbiology. 2002; 40(2): 382-8. [DOI:10.1128/JCM.40.02.382-388.2002]
8. Christensen GD, Simpson WA, Younger JJ, Baddour LM, Barrett FF, Melton DM, Beachey EH. Adherence of coagulase-negative staphylococci to plastic tissue culture plates: a quantitative model for the adherence of staphylococci to medical devices. Journal of clinical microbiology. 1985; 22(6): 996-1006.
9. Mathur T, Singhal S, Khan S, Upadhyay DJ, Fatma T, Rattan A. Detection of biofilm formation among the clinical isolates of staphylococci: an evaluation of three different screening methods. Indian J Med Microbiol. 2006; 24(1): 25. [DOI:10.4103/0255-0857.19890]
10. Christensen GD, Simpson WA, Bisno AL, Beachey EH. Adherence of slime-producing strains of Staphylococcus epidermidis to smooth surfaces. Infection and immunity. 1982; 37(1): 318-26.
11. Freeman DJ, Falkiner FR, Keane CT. New method for detecting slime production by coagulase negative staphylococci. J Clin Pathol. 1989; 42(8): 872-4. [DOI:10.1136/jcp.42.8.872]
12. Mortazavi H, Nakhaei Moghaddam M, Abadi NS. Study of the Effect of Silver Nanoparticles on Biofilms Formation by Staphylococcus epidermidis. Journal of Rafsanjan University of Medical Sciences. 2015; 14(2): 125-36.
13. Rahimi F, Bouzari M, Maleki Z, Rahimi F. Antibiotic susceptibility pattern among Staphylococcus spp. with emphasis on detection of mecA gene in methicillin resistant Staphylococcus aureus isolates. Iranian Journal of Clinical Infectious Diseases. 2009; 4(3).
14. Arciola CR, Baldassarri L, Montanaro L. Presence of icaA and icaDGenes and slime production in a collection of Staphylococcal strains from catheter-associated infections. Journal of clinical microbiology. 2001; 39(6): 2151-6. [DOI:10.1128/JCM.39.6.2151-2156.2001]
15. Panda PS, Chaudhary U, Dube SK. Comparison of four different methods for detection of biofilm formation by uropathogens. Indian J Pathol Microbiol. 2016; 59(2): 177. [DOI:10.4103/0377-4929.182013]
16. Hassan A, Usman J, Kaleem F, Omair M, Khalid A, Iqbal M. Evaluation of different detection methods of biofilm formation in the clinical isolates. Braz J Infect Dis. 2011; 15(4): 305-11. [DOI:10.1016/S1413-8670(11)70197-0]
17. Deka N. Comparison of Tissue Culture plate method, Tube Method and Congo Red Agar Method for the detection of biofilm formation by Coagulase Negative Staphylococcus isolated from Non-clinical Isolates. Int J Curr Microbiol App Sci. 2014; 3(10): 810-5.
18. Arslan S, Özkardes F. Slime production and antibiotic susceptibility in staphylococci isolated from clinical samples. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz. 2007; 102(1): 29-33.
19. Satorres SE, Alcaráz LE. Prevalence of icaA and icaD genes in Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis strains isolated from patients and hospital staff. Cent Eur J Public Health. 2007; 15(2): 87-90.
20. Kord M, Ardebili A, Jamalan M, Jahanbakhsh R, Behnampour N, Ghaemi EA. Evaluation of Biofilm Formation and Presence of Ica Genes in Staphylococcus epidermidis Clinical Isolates. Osong Public Health Res Perspect. 2018; 9(4): 160. [DOI:10.24171/j.phrp.2018.9.4.04]
21. El-Khier NTA, El-Kazzaz SS, Elganainy AE. Phenotypic and Genotypic Detection of Biofilm Formation in Staphylococcus epidermidis Isolates from Retrieved Orthopaedic Implants and Prostheses. Br Microbiol Res J. 2015; 9(4): 1-10. [DOI:10.9734/BMRJ/2015/18650]
22. Růžička F, Hola V, Votava M, Tejkalova R, Horvát R, Heroldová M, Woznicová V. Biofilm detection and the clinical significance ofStaphylococcus epidermidis isolates. Folia Microbiol. 2004; 49(5): 596.
23. Gad GF, El-Feky MA, El-Rehewy MS, Hassan MA, Abolella H, El-Baky RM. Detection of icaA, icaD genes and biofilm production by Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis isolated from urinary tract catheterized patients. J Infect Dev Ctries. 2009; 3(05): 342-51.
24. Oliveira A, Maria de Lourdes RS. Comparison of methods for the detection of biofilm production in coagulase-negative staphylococci. BMC Res Notes. 2010; 3(1): 260. [DOI:10.1186/1756-0500-3-260]
25. Rohde H, Burdelski C, Bartscht K, Hussain M, Buck F, Horstkotte MA, Knobloch JK, Heilmann C, Herrmann M, Mack D. Induction of Staphylococcus epidermidis biofilm formation via proteolytic processing of the accumulation‐associated protein by staphylococcal and host proteases. Molecular microbiology. 2005; 55(6): 1883-95.
26. Tormo MA, Knecht E, Götz F, Lasa I, Penades JR. Bap-dependent biofilm formation by pathogenic species of Staphylococcus: evidence of horizontal gene transfer?. Microbiology. 2005; 151(7): 2465-75. [DOI:10.1099/mic.0.27865-0]
27. Ziebuhr W, Krimmer V, Rachid S, Lößner I, Götz F, Hacker J. A novel mechanism of phase variation of virulence in Staphylococcus epidermidis: evidence for control of the polysaccharide intercellular adhesin synthesis by alternating insertion and excision of the insertion sequence element IS256. Molecular microbiology. 1999; 32(2): 345-56. [DOI:10.1046/j.1365-2958.1999.01353.x]
28. Kozitskaya S, Cho SH, Dietrich K, Marre R, Naber K, Ziebuhr W. The bacterial insertion sequence element IS256 occurs preferentially in nosocomial Staphylococcus epidermidis isolates: association with biofilm formation and resistance to aminoglycosides. Infection and immunity. 2004; 72(2): 1210-5. [DOI:10.1128/IAI.72.2.1210-1215.2004]
ارسال پیام به نویسنده مسئول
| بازنشر اطلاعات | |
 |
این مقاله تحت شرایط Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License قابل بازنشر است. |
