سال 13، شماره 5 - ( آذر - دی 1398 )                   جلد 13 شماره 5 صفحات 354-346 | برگشت به فهرست نسخه ها

XML English Abstract Print

Download citation:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
Moradi S, Nasiri M J, Dadashi M, Darban Sarokhalil ِ. Optimized Method for Isolation of Nontuberculous Mycobacteria from Hospital Aquatic Sources. Iran J Med Microbiol 2019; 13 (5) :346-354
URL: http://ijmm.ir/article-1-963-fa.html
مرادی سمیه، نصیری محمد جواد، داداشی مسعود، دربان ساروخلیل داود. روش بهینه برای جداسازی مایکوباکتریوم‌های غیرسلی از منابع آبی بیمارستان. مجله میکروب شناسی پزشکی ایران. 1398; 13 (5) :346-354

URL: http://ijmm.ir/article-1-963-fa.html

روش بهینه برای جداسازی مایکوباکتریوم‌های غیرسلی از منابع آبی بیمارستان
سمیه مرادی1 ، محمد جواد نصیری2 ، مسعود داداشی3 ، داود دربان ساروخلیل 4
1- گروه میکروب‌شناسی، دانشکدۀ پزشکی، دانشگاه علوم‌پزشکی ایران، تهران، ایرا
2- گروه میکروب‌شناسی، دانشکدۀ پزشکی، دانشگاه علوم‌پزشکی شهید بهشتی، تهران، ایران
3- گروه میکروب شناسی، دانشکده پزشکی، دانشگاه عبوم پزشکی البرز، کرج، البرز
4- گروه میکروب‌شناسی، دانشکدۀ پزشکی، دانشگاه علوم‌پزشکی ایران، تهران، ایران ، davood_darban@yahoo.com
واژه‌های کلیدی: مایکوباکتریوم های غیر سلی، منابع آبی بیمارستان، ایران، روشهای جداسازی
متن کامل [PDF 708 kb]   (1637 دریافت)     |   چکیده (HTML)  (5483 مشاهده)
متن کامل:   (3298 مشاهده)
 

 مقدمه

مایکوباکتریوم‌های غیرسلی پاتوژن‌هایی فرصت‌طلب برای انسان هستند. تا به حال بیش از 160 گونه مایکوباکتریوم شناسایی شده است و از نظر بیماری‌زایی، وفق با محیط اطراف، مقاومت آنتی بیوتیکی و خصوصیات رشد دارای تنوع بسیار زیادی هستند (1). مجموعه‌ای از مایکوباکتریوم‌های غیر سلی در محیط هستند که می‌توانند منجر به عفونت‌های فرصت‌طلب در انسان شوند (2-4). منابع محیطی شامل آب، خاک، گردوغبار و ائروسل‌ها هستند و در بسیاری از موارد، آب منبع عفونت برای این باکتری‌ها به حساب می‌آید (5). بیشتر عفونت‌های حاصله از مایکوباکتریوم‌های غیرسلی می‌تواند از طریق تماس با منابع آبی و خاکی انتقال یابد و تا به حال انتقال انسان به انسان گزارش نشده است. تماس انسان با محیط اطراف خود اجتناب‌ناپذیر است و بیماری حاصله از این باکتری‌ها بیشتر در افراد دچار جراحت پوستی، بیماری ریوی زمینه‌ای و بیماری‌های نقص ایمنی مادرزادی و اکتسابی مشاهده می‌شود (6). 
بیشتر مایکوباکتریوم‌های آتی پیک نسبت به آنتی بیوتیک ها، ضدعفونی کننده ها و گندزداها  مقاوم هستند و به عنوان عوامل بیماریزای بیمارستانی در نظر گرفته می شوند (7). در حال حاضر بیش از 20 گونه مایکوباکتریوم غیرسلی در آب آشامیدنی شناسایی شده است که نسبت به ضدعفونی کننده هایی همچون کلر مقاوم هستند و همچنین طیف وسیعی از دما و pH را می توانند تحمل کنند. به علاوه این باکتری‌ها می توانند به دلیل تولید بیوفیلم، خاصیت آب گریزی و زندگی در داخل آمیب ها در لوله های حاوی آب جاری زنده بمانند. این باکتری‌ها همچنین از منابع آب گرم همچون چشمه ها و استخرها جداسازی شده اند (5، 8-13). به دلیل اینکه جداسازی و کشت مایکوباکتریوم‌ها نیاز به انکوباسیون طولانی مدت دارد، میکروارگانیسم‌های سریع‌الرشد و باکتری‌های آلوده کننده در محیط معمولا از رشد آنها جلوگیری می‌کنند و به همین خاطر روش‌های مختلف تیمار جهت افزایش جداسازی و کشت مایکوباکتریوم‌ها از منابع آبی مورد ارزیابی قرار گرفته است. در این مطالعه ما تلاش کردیم تا با استفاده از یک روش جدید و حجم کمی از نمونۀ آبی، این باکتری‌ها را جداسازی کنیم.

 

 مواد و روش‌ها

جمع‌آوری نمونه

در مجموع تعداد 35 نمونه از منابع آبی بیمارستان‌های آموزشی دانشگاه علوم پزشکی ایران مانند شیر آب و سایر تجهیزات پزشکی مانند مانومتر، دستگاه دیالیز، نبولایزر، ونتیلاتور و یونیت‌های دندانپزشکی در طی سالهای 1394 الی 1397جمع‌آوری شد. تقریبا 50 میلی‌لیتر از هر نمونه آب جمع‌آوری شد و برای آزمایش سریعا به آزمایشگاه انتقال داده شد.

آماده‌سازی نمونه و کشت

 نمونه‌های آب در دور 3000 rpm به مدت 30 دقیقه سانتریفوژ شد. رسوب (3 میلی‌لیتر) حاصله از سانتریفوژ به دو لوله استریل انتقال داده شد و هر کدام توسط روش جداگانه‌ای آلودگی‌زدایی شد. در روش اول، پس از سانتریفیوژ به میزان 5/1 میلی‌لیتر سود 1% و 1/5 میلی‌لیتر SDS 3% جهت الودگی زدایی اضافه و سپس به مدت 30 دقیقه در دمای اتاق همراه با تکان دادن انکوبه شد. در مرحله بعد با اضافه کردن معرف فنل فتالئین و اسید فسفوریک 40% خنثی‌سازی صورت گرفت. سپس نمونه‌ها به مدت30 دقیقه با دور 3000rpm  سانتریفیوژ شدند. مایع رویی دور ریخته و سپس رسوب باقی مانده در دو لولۀ مجزا حاوی محیط کشت لوون اشتاین جانسون (LJ) کشت داده شد و هر کدام در دمای 37 و 25 درجه سلسیوس قرار داده شد. روش دوم به این صورت بود که پس از سانتریفیوژ، به اندازۀ هم حجم نمونه محلول CPC  0/05% (cetylpyridiniumchloride) اضافه شد، نمونه‌ها به مدت 20 دقیقه در دمای محیط همراه با تکان دادن انکوبه شد و سپس با دور 3000rpm به مدت 15 دقیقه سانتریفیوژ شد. پس از دور ریختن مایع رویی، به رسوب حاصله 2 میلی‌لیتر آب مقطر استریل جهت  خنثی‌سازی باقی مانده CPC اضافه شد. سپس با دور 3000rpm به مدت 15 دقیقه سانتریفیوژ شد و در نهایت رسوب باقی‌مانده در دو لولۀ مجزا حاوی محیط کشت LJ کشت داده شد و در دو دمای 37 و 25 درجه سلسیوس قرار داده شد. محیط‌های کشت یک روز در میان به مدت 5 ماه برای مشاهده پیدایش احتمالی کلنی بررسی شدند. پس از ظاهر شدن کلنی، رنگ‌آمیزی اسید فست به روش زیل-نلسون انجام شد و در نهایت هویت کلنی‌های جداشده با تست‌های فنوتیپیک (شکل کلنی، سرعت رشد و تولید پیگمان) و با روش ملکولی تایید نهایی شدند (14).
در جداسازی اولیه به دلیل آلودگی فراوان نمونه‌ها با مخمر و قارچ ،غلظت‌های مختلف سیکلوهگزامید به محیط کشت LJ اضافه شد تا از رشد آنها جلوگیری شود. به همین منظور غلظت‌های مختلف سیکلوهگزامید به ازای هر 1600 سی سی محیط کشت LJ به ترتیب شامل: 0/025، 0/05، 0/06، 0/64 ، 0/2 ، 0/3 ، 0/5 ، 1 گرم  به محیط کشت اضافه شد. بهترین غلظت سیکلوهگزیمید جهت جداسازی مایکوباکتریوم‌ها 1- 0/3 گرم بود. همچنین جهت جداسازی کامل کلنی محیط‌هایی که ترکیبی از آلودگی باکتریایی و قارچی داشتند از چهار روش تیمار زیر استفاده شد. در روش اول، کلنی‌های آلوده با قارچ‌ها از سطح محیط کشت برداشته شد و در 200 میکرولیتر آب مقطر استریل در یک فالکون استریل حل شد، سپس هم حجم نمونه، CPC اضافه شد و ورتکس صورت گرفت. حدود نیم ساعت در دمای محیط همراه با تکان دادن انکوبه شد. سپس  در دور 3000rpm به مدت 30 دقیقه سانتریفیوژ شد. در مرحله بعد مایع رویی را دور ریخته و پس از آن برای شست و شو، 200 میکرولیتر آب مقطر استریل به نمونه اضافه و دوباره به مدت 15 دقیقه با دور 3000rpm   سانتریفیوژ شد. مایع رویی دور ریخته شده و در نهایت رسوب باقی مانده کشت داده شد. در روش دوم، کلنی‌های آلوده با قارچ‌ها از محیط کشت برداشته و در 200 میکرولیتر آب مقطر استریل در یک فالکون استریل حل شد. سپس به میزان 1/5 میلی‌لیتر سود 1% و 1/5 میلی‌لیتر SDS  3% به آن اضافه و ورتکس صورت گرفت و به مدت 30 دقیقه در دمای محیط همراه با تکان دادن انکوبه شد. در مرحله بعد با اضافه کردن معرف فنل فتالئین و اسید فسفوریک 40% خنثی‌سازی صورت گرفت. سپس نمونه‌ها به مدت30 دقیقه با دور 3000rpm  سانتریفیوژ شد. مایع رویی را دور ریخته و در نهایت رسوب باقی مانده کشت داده شد. در روش سوم، کلنی‌های آلوده از محیط کشت برداشته و در 200 میکرولیتر آب مقطر استریل در یک فالکون استریل حل شد. سپس به میزان 200 میکرولیتر اگزالیک اسید 5% به محلول اضافه و ورتکس صورت گرفت. سپس به مدت 30 دقیقه در دمای محیط همراه با تکان دادن انکوبه شد. پس از آن، نمونه به مدت30 دقیقه با دور 3000rpm سانتریفیوژ شد. مایع رویی را دور ریخته و در نهایت رسوب باقی مانده کشت داده شد. در روش آخر، کلنی‌های آلوده از محیط کشت برداشته و در 200 میکرولیتر آب مقطر استریل در یک فالکون استریل حل شد. سپس به میزان 5/1 میلی‌لیتر سود 1% و 5/1 میلی‌لیتر SDS  3% به آن اضافه شد و ورتکس صورت گرفت. در مرحلۀ بعد، به مدت 30 دقیقه در دمای محیط همراه با تکان دادن انکوبه شد. سپس با اضافه کردن معرف فنل فتالئین و اسید فسفوریک 40% خنثی‌سازی صورت گرفت. نمونه‌ها به مدت30 دقیقه با دور 3000rpm سانتریفیوژ شد. مایع رویی دور ریخته شد و رسوب به دست آمده ورتکس شد و سپس مجددا به رسوب حاصل 200 میکرولیتر اگزالیک اسید 5 درصد اضافه شد،40 دقیقه در دمای محیط همراه با تکان دادن انکوبه شد و در نهایت نمونه به مدت30 دقیقه با دور 3000rpm سانتریفیوژ شد. مایع رویی دور ریخته و رسوب باقی مانده کشت داده شد. در نهایت جهت خالص‌سازی نهایی و تیمار نمونه‌های آلوده از روش چهارم استفاده شد و سپس بر روی محیط کشت LJ حاوی سیکلوهگزامید کشت داده شد.
جهت جداسازی بهتر، از محیط کشت‌های زیر نیز جهت کشت مجدد مورد استفاده قرار گرفت. این محیط کشت‌ها شامل محیط کشت انفیوژن قلبی مغزی (BHI) آگار، محیط کشت مکانکی آگار، محیط کشت بلاد آگار حاوی نالیدیکسیک اسید، محیط کشت بلاد آگار حاوی پنی سیلین، محیط کشت بلاد آگار حاوی نالیدیکسیک اسید و پنی سیلین و محیط کشت LJ حاوی نالیدیکسیک اسید ، پنی سیلین و سیکلوهگزامید بودند.


 

یافته‌ها

از میان روش‌های استفاده شده، مایکوباکتریوم‌های غیر سلی با دو روش نشان داده شده در جدول 1 جداسازی شدند. غلظت‌های 0/025، 0/05، 0/06 گرم تا حدودی از رشد قارچ‌ها و مخمرها جلوگیری کردند، اما نتوانستند به‌طور کامل از رشد آنها جلوگیری کنند. غلظت‌های 0/64 تا 0/2 گرم بیش از نیمی از آلودگی‌های قارچی و مخمری را متوقف کردند، درحالیکه در غلظت‌های 0/3 و 0/5 گرم هیچ‌گونه آلودگی قارچی یا مخمری مشاهده نشد. البته در برخی مواقع تعداد کمی از کلنی قارچ و مخمر دیده می‌شد که در غلظت 1 گرم از سیکلوهگزیمید، این آلودگی‌ها هم از بین رفت.
تیمار کلنی‌های مایکوباکتریایی آلوده با قارچ‌ها یا باکتری‌های دیگر با CPC 0/05 تا 1% ، سود 1-2% و SDS 3% آلودگی‌های مدنظر را از بین نبرد. تیمار کردن با اسید اگزالیک 3-5% آلودگی را کاهش داد ولی به‌طور کامل آن را از بین نبرد. بدین صورت که پس از چند روز، سطح آلودگی با مخمرها و سایر باکتری‌ها افزایش یافت. در نهایت، سود 1-4 %، SDS 3% و اسید اگزالیک 5% به‌طور کامل آلودگی را از تمام محیط کشت از بین برد و مایکوباکتریوم‌ها به‌طور خالص رشد کردند.
بر روی محیط BHI پس از چندین ماه انکوباسیون، هیچ رشدی از مایکوباکتریوم‌ها مشاهده نشد. بر روی محیط‌های کشت مک کانکی آگار و بلاد آگار حاوی پنی سیلین و اسید نالیدیکسیک، پس از چند روز انکوباسیون، باکتری‌های گرم منفی بر روی همه محیط‌های کشت مشاهده شد و هیچ‌گونه رشد مایکوباکتریوم‌ها مشاهده نشد. بر روی محیط کشت LJ حاوی آنتی بیوتیک، آلودگی مشاهده نشد و پس از یک الی دو ماه، رشد کمی از مایکوباکتریوم‌ها مشاهده شد که نسبت به محیط کشت LJ حاوی سیکلوهگزیمید بدون آنتی‌بیوتیک رشد کمتری از مایکوباکتریوم‌ها مشاهده شد. 

  

 جدول 1. نتایج حاصل از رشد جدایه‌های مایکوباکتریایی از منابع آبی بیمارستان با استفاده از روش‌های تیمار مختلف

روش تیمار

دما

مثبت

منفی

آلودگی

سود 1%+  SDS3%

37 درجه سلسیوس

19

9

7

25 درجه سلسیوس

24

7

4

CPC 05/0

37 درجه سلسیوس

0

33

2

25 درجه سلسیوس

26

1

1

 

بحث

امروزه بسیاری از مطالعات بر ضرورت شناسایی مایکوباکتریوم‌های آتی‌پیک در آب و پیدا کردن راه حل مناسب برای کنترل این باکتری‌ها تاکید دارند (13). روش‌های مختلفی برای جداسازی مایکوباکتریوم‌های غیرسلی از محیط وجود دارد ولی نیاز به یافتن روش استاندارد مناسب با حجم نمونۀ آب کمتر جهت شناسایی منابع و مخازن زیستی آلوده با مایکوباکتریوم‌های غیرسلی ضروری است. بر همین اساس در مطالعۀ انجام شده توسط Kamala و همکاران در سال 1993 در هند از شش روش آلودگی زدایی برای مقایسه جداسازی مایکوباکتریوم‌ها از آب و خاک استفاده شد. بر اساس نتایج به‌دست‌آمده، سه روش از 6 روش مورد استفاده بر روی نمونۀ خاک و 2 روش از 6 روش بر روی نمونۀ آب ارزیابی شد. در نهایت برای هر دو نمونه آب و خاک، استفاده از روش SLS 3% (سدیم لوریل سولفات) و سود 1% منجر به جداسازی مایکوباکتریوم بیشتری شد (15).
در مطالعۀ انجام‌شده در سال 2009 توسط  Radomski و همکاران، نتایج مطالعه نشان داد آلودگی زدایی با   CPC  0/05%  به مدت 30 دقیقه و کشت در یک محیط کشت LJ غنی حاوی PANTA، رشد سایر باکتری‌ها را به‌طور قابل توجهی کاهش می‌دهد. همچنین نتایج حاکی از این بود که آلودگی‌زدایی با CPC  05/0‌% منجر به از بین رفتن 71/1%  از جدایه‌های مایکوباکتریوم چلونی و 70% از جدایه‌های مایکوباکتریوم آویوم می‌شود. در مقابل در مطالعه Thomson  و همکاران، استفاده ازCPC  0/005% در نمونه آب شیرین موجب بقای 3/6% برای هر دو سویه مایکوباکتریوم آویوم و مایکوباکتریوم اینتراسلولار شد (16). البته CPC را می‌توان در غلظت‌های مختلف برای نمونه‌های حاوی آلودگی کم (0/005%) تا آلودگی زیاد (0/005%) می‌توان استفاده کرد (17).
در مطالعه‌ای که توسط Khosravi و همکاران در سال 2016 در خوزستان انجام شد از CPC  0/005% جهت آلودگی‌زدایی استفاده شد. از 258 نمونه، 77 (29%) جدایه مایکوباکتریوم جداسازی شد که شامل جدایه‌های مایکوباکتریوم سریع‌الرشد و جدایۀ مایکوباکتریوم کند رشد بود (18). همچنین در مطالعۀ انجام شده توسط Falsafi و همکاران در ایران از سه روش آلودگی‌زدایی CPC  01/0%، NaOH  4% و  NaOH 1%+SDS  3%  استفاده شد و نشان دادند که آلودگی‌زدایی با CPC بهترین روش آلودگی‌زدایی بوده و می‌تواند رشد سایر میکروارگانسیم‌ها را کاهش دهد و اثر مهاری کمی بر روی مایکوباکتریوم‌های آتی‌پیک داشته باشد (19). در مطالعۀ دیگری توسط Rahbar و همکاران در ایران در سال 2010 بر روی 120 نمونه آب، 10% از کل نمونه‌ها با استفاده از روش CPC  05/0% از نظر مایکوباکتریوم‌های غیر سلی مثبت بودند (20).
بنابر یافته‌های به‌دست‌آمده از این مطالعه به نظر می‌رسد استفاده از غلظت‌های کمتر CPC نسبت به NaOH 1%  و SDS 3% اثری به مراتب بهتر داشته باشد، زیرا در موقع استفاده از CPC 0/05% نسبت به NaOH  و SDS  آلودگی کمتر و جداسازی مایکوباکتریوم‌ها در نمونه‌ها بالاتر بود. اکثر محیط‌های حاوی CPC بدون رشد مایکوباکتریوم‌ها بودند که انتظار می‌رود به دلیل استفاده از غلظت بالای CPC باشد که  احتمالا در غلظت‌های پایین‌تر اثرات بهتری خواهد داشت. در ضمن با افزایش میزان سیکلوهگزامید سرعت رشد مایکو باکتریوم‌ها  بر روی محیط کشت بیشتر شد و هیچ‌گونه اثر مهاری در رشد مایکوباکتریوم‌ها با افزایش غلظت سیکلوهگزامید تا غلظت 1گرم به ازای هر 1600 سی‌سی مشاهده نگردید. نالیدیکسیک اسید برای جلوگیری از آلودگی محیط کشت‌ها و خالص‌سازی مایکوباکتریوم‌ها مفید بود، اما تا حدی از رشد مایکوباکتریوم‌ها می‌تواند جلوگیری کند. البته این زمانی صادق است که از کشت خالص مایکوباکتریوم‌ها برای کشت مجدد استفاده نشده باشد. نالیدیکسیک اسید بیشترین اثر مهاری بر روی مایکوباکتریوم‌های غیرسلی در نمونه‌های با تعداد کم مایکوباکتریوم داشت. در نتیجه پیشنهاد می‌شود جهت خالص‌سازی از نالیدیکسیک اسید استفاده شود ولی برای آلودگی‌زدایی اولیه توصیه نمی‌شود.
 

نتیجه‌گیری

در بسیاری از مطالعاتی که در ایران صورت گرفت، همانند مطالعه ما از روش NaOH 1% و SDS 3%  استفاده شده، اما به نظر می‌رسد استفاده از غلظت‌های پایین CPC نیز اثر خوبی در جداسازی مایکوباکتریوم‌های غیرسلی داشته باشد که البته بسته به حجم نمونۀ مورد استفاده نتایج ممکن است متفاوت باشد. بر خلاف سایر مطالعات انجام شده که از حجم نمونۀ یک لیتری استفاده کردند، در این مطالعه از حجم آب کمتری (50 میلی‌لیتر ) استفاده شد. در نهایت استفاده از روش تیمار با استفاده از NaOH  1%، اسید اگزالیک 5% و SDS 3%  همراه با  کشت بر روی محیط کشتLJ  حاوی 3/0گرم سیکلوهگزامید به‌عنوان یک روش مناسب برای جداسازی مایکوباکتریوم‌های محیطی توصیه می‌شود.

 

تشکر و قدردانی

این مطالعه توسط معاونت تحقیقات و فناوری دانشگاه علوم پزشکی ایران با شماره طرح 30-01-95-27867 حمایت مالی شده است.


تعارض منافع

بین نویسندگان تعارض منافع گزارش نشده است. 

نوع مطالعه: مقاله پژوهشی | موضوع مقاله: عفونت های بیمارستانی
دریافت: 1398/6/31 | پذیرش: 1398/10/22 | انتشار الکترونیک: 1398/11/7
فهرست منابع
1. Gopinath, K and Singh S. Non-tuberculous mycobacteria in TB-endemic countries: are we neglecting the danger? PLoS Negl Trop Dis. 2010; 4(4): e615. [DOI:10.1371/journal.pntd.0000615] [PMID] [PMCID]
2. Tortoli, E. Clinical manifestations of nontuberculous mycobacteria infections. Clin Microbiol Infect, 2009; 15(10): 906-910. [DOI:10.1111/j.1469-0691.2009.03014.x] [PMID]
3. Primm, TP, CA Lucero, and JO Falkinham. Health impacts of environmental mycobacteria. Clin Microbiol Rev. 2004; 17(1): 98-106. [DOI:10.1128/CMR.17.1.98-106.2004] [PMID] [PMCID]
4. Nasiri, MJ, Dabiri, H, Darban-Sarokhalil, D, & Shahraki, AH. Prevalence of non-tuberculosis mycobacterial infections among tuberculosis suspects in Iran: systematic review and meta-analysis. PloS one. 2015; 10(6), e0129073. [DOI:10.1371/journal.pone.0129073] [PMID] [PMCID]
5. Falkinham JO. Surrounded by mycobacteria: nontuberculous mycobacteria in the human environment. J Appl Microbiol. 2009;107(2):356-67. [DOI:10.1111/j.1365-2672.2009.04161.x] [PMID]
6. Thomson R, Carter R, Gilpin C, Coulter C and Hargreaves M. Comparison of Methods for Processing Drinking Water Samples for the Isolation of Mycobacterium avium and Mycobacterium intracellulare. Appl Environ Microbiol. 2008; 74(10): 3094-309. [DOI:10.1128/AEM.02009-07] [PMID] [PMCID]
7. Adekambi T, Colson P, Drancourt M. rpoB-based identification of non-pigmented and late-pigmenting rapidly growing mycobacteria. J Clin Microbiol. 2003; 41(12):5699-5708. [DOI:10.1128/JCM.41.12.5699-5708.2003] [PMID] [PMCID]
8. Falkinham, JO. Environmental sources of nontuberculous mycobacteria. Clin Chest Med. 2015; 36(1), 35-41. [DOI:10.1016/j.ccm.2014.10.003] [PMID]
9. Vaerewijck, MJ, Huys, G, Palomino, JC, Swings, J, & Portaels, F. Mycobacteria in drinking water distribution systems: ecology and significance for human health. FEMS Microbiol Rev. 2005; 29(5), 911-934. [DOI:10.1016/j.femsre.2005.02.001] [PMID]
10. Castillo-Rodal, AI, Mazari-Hiriart, M, Lloret-Sánchez, LT, Sachman-Ruiz, B, Vinuesa, P, & López-Vidal, Y. Potentially pathogenic nontuberculous mycobacteria found in aquatic systems. Analysis from a reclaimed water and water distribution system in Mexico City. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2012; 31(5), 683-694. [DOI:10.1007/s10096-011-1359-y] [PMID]
11. Falkinham, JO. Current epidemiologic trends of the nontuberculous mycobacteria (NTM). Curr Environ Health Rep. 2016; 3(2), 161-167. [DOI:10.1007/s40572-016-0086-z] [PMID]
12. Mullis, SN, & Falkinham, JO. Adherence and biofilm formation of Mycobacterium avium, Mycobacterium intracellulare and Mycobacterium abscessus to household plumbing materials. J Appl Microbiol. 2013; 115(3), 908-914. [DOI:10.1111/jam.12272] [PMID]
13. Primm, TP, Lucero CA, and Falkinham JO. Health impacts of environmental mycobacteria. Clin Microbiol Rev. 2004; 17(1): 98-106. [DOI:10.1128/CMR.17.1.98-106.2004] [PMID] [PMCID]
14. Moradi S, Nasiri MJ, Pourahmad F, Darban-Sarokhalil D. Molecular characterization of nontuberculous mycobacteria in hospital waters: a two-year surveillance study in Tehran, Iran. J Water Health. 2019; 1;17(2):350-6. [DOI:10.2166/wh.2019.294] [PMID]
15. Kamala T, Paramasivan CN, Herbert D, Venkatesan P, Prabhakar R. Evaluation of procedures for isolation of nontuberculous mycobacteria from soil and water. Appl Environ Microbiol. 1994; 1;60(3):1021-4. [DOI:10.1128/AEM.60.3.1021-1024.1994] [PMID] [PMCID]
16. Radomski N, Cambau E, Moulin L, Haenn S, Moilleron R, Lucas FS. Comparison of culture methods for isolation of nontuberculous mycobacteria from surface waters. Appl Environ Microbiol. 2010; 1;76(11):3514-20. [DOI:10.1128/AEM.02659-09] [PMID] [PMCID]
17. Neumann M, Schulze-Robbecke R, Hagenau C, Behringer K. Comparison of methods for isolation of mycobacteria from water. Appl Environ Microbiol. 1997;1;63(2):547-52. [DOI:10.1128/AEM.63.2.547-552.1997] [PMID] [PMCID]
18. Khosravi AD, Hashemi Shahraki A, Hashemzadeh M, Sheini Mehrabzadeh R, Teimoori A. Prevalence of non-tuberculous mycobacteria in hospital waters of major cities of Khuzestan Province, Iran. Front Cell Infect Microbiol. 2016;13;6:42. [DOI:10.3389/fcimb.2016.00042] [PMID] [PMCID]
19. Falsafi S, Zaker Bostanabad S, Feizabadi M M, Khavari-Nejad R A. Comparison and optimization of methods for isolation of Non-Tuberculous mycobacteria from surface water. NCMBJ. 2014; 4 (15) :115-121.
20. Rahbar, M, Lameei, A, Babazadeh, H, Yavari, SA. Isolation of rapid growing mycobacteria from soil and water in Iran. Afr J Biotechnol. 2010; 9 (24). pp. 3618-3621.
ارسال نظر درباره این مقاله : نام کاربری یا پست الکترونیک شما:
CAPTCHA
ارسال پیام به نویسنده مسئول

بازنشر اطلاعات
Creative Commons License این مقاله تحت شرایط Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License قابل بازنشر است.

کلیه حقوق این وب سایت متعلق به مجله میکروب شناسی پزشکی ایران می باشد.

طراحی و برنامه نویسی : یکتاوب افزار شرق   ناشر: موسسه فرنام

© 2024 CC BY-NC 4.0 | Iranian Journal of Medical Microbiology

Designed & Developed by : Yektaweb Publishr: Farname Inc.