سال 16، شماره 2 - ( فروردین - اردیبهشت 1401 )
جلد 16 شماره 2 صفحات 133-127 |
برگشت به فهرست نسخه ها
ابراهیم سلیمی صبور1 
، مهسا فتاحی2 ، کامران رضایی3 ، انسیه لطف علی 4، آزاده خادمیان5
، مهسا فتاحی2 ، کامران رضایی3 ، انسیه لطف علی 4، آزاده خادمیان5
1- گروه فارماکوگنوزی و داروسازی سنتی، دانشکده داروسازی، دانشگاه علوم پزشکی بقیه الله، تهران، ایران
2- مرکز تحقیقات و آموزش بیماری‌های پوستی و جذام، دانشگاه علوم پزشکی تهران، تهران، ایران
3- کمیته تحقیقات دانشجویی، دانشکده پزشکی، دانشگاه علوم پزشکی شهید بهشتی، تهران، ایران
4- گروه انگل شناسی و قارچ شناسی پزشکی، دانشکده پزشکی، دانشگاه علوم پزشکی شهید بهشتی، تهران، ایران ، ensiehlotfali@yahoo.com
5- گروه فیتوشیمی، پژوهشکده گیاهان دارویی و دارو، دانشگاه شهید بهشتی، گلستان، اوین، تهران، ایران
2- مرکز تحقیقات و آموزش بیماری‌های پوستی و جذام، دانشگاه علوم پزشکی تهران، تهران، ایران
3- کمیته تحقیقات دانشجویی، دانشکده پزشکی، دانشگاه علوم پزشکی شهید بهشتی، تهران، ایران
4- گروه انگل شناسی و قارچ شناسی پزشکی، دانشکده پزشکی، دانشگاه علوم پزشکی شهید بهشتی، تهران، ایران ، ensiehlotfali@yahoo.com
5- گروه فیتوشیمی، پژوهشکده گیاهان دارویی و دارو، دانشگاه شهید بهشتی، گلستان، اوین، تهران، ایران
چکیده: (1567 مشاهده)
زمینه و اهداف: درماتوفیتوز یک بیماری قارچی سطحی است. Prosopis farcta برای کاربردهای درمانی اتنوبوتانی و پزشکی مورد استفاده قرار گرفته است. مطالعۀ حاضر با هدف بررسی خواص ضدقارچی عصارۀ Prosopis farcta براساس یک گزارش اتنوبوتانی از استان یزد (کشور ایران) علیه منتاگروفایتیس تریکوفیتون (PTCC ۵۰۵۴) و پنج سویۀ بالینی مقاوم به تربینافین از این قارچ انجام شد.
مواد و روش کار: حساسیت دارویی عصارۀ متانولی و آمفوتریسین B در شرایط برون-تنی مطابق با روش CLSI-M۳۸-A۲ انجام گردید. فرمولاسیون محلول موضعی (۱ درصد) با عصارهی ریشۀ P. farcta ساخته شد. تعداد نه عدد موش صحرایی نر نژاد Sprague توسط T. mentagrophytes آلوده شدند و برای فعالیت ضددرماتوفیت به صورت برون-تنی مورد ارزیابی قرار گرفتند.
یافته ها: مقدار ارزش MIC آمفوتریسین B ≤۰.۵ میکروگرم در میلی لیتر در برابر همۀ سویه‌ها بود. عصارۀ متانولی کمترین مقدار ارزش‌های MIC و MFC را در برابر فعالیت قارچی نشان داد (هر دو با ۰/۰۰۶۲۵mg/mL ). دورۀ کامل درمان ۲۱ روزه با تربینافین به کمک محلول ساخته شده از عصارۀ متانول ۸۰ درصد از ریشۀ P. farcta به ۱۰ روز کاهش یافت.
نتیجه‌گیری: P. farcta می‌تواند در مقایسه با آمفوتریسین B به عنوان یک ماده ضدقارچی قدرتمند و ضد ایزوله‌های بالینی درماتوفیت مقاوم به تربینافین، در نظر گرفته شود.
مواد و روش کار: حساسیت دارویی عصارۀ متانولی و آمفوتریسین B در شرایط برون-تنی مطابق با روش CLSI-M۳۸-A۲ انجام گردید. فرمولاسیون محلول موضعی (۱ درصد) با عصارهی ریشۀ P. farcta ساخته شد. تعداد نه عدد موش صحرایی نر نژاد Sprague توسط T. mentagrophytes آلوده شدند و برای فعالیت ضددرماتوفیت به صورت برون-تنی مورد ارزیابی قرار گرفتند.
یافته ها: مقدار ارزش MIC آمفوتریسین B ≤۰.۵ میکروگرم در میلی لیتر در برابر همۀ سویه‌ها بود. عصارۀ متانولی کمترین مقدار ارزش‌های MIC و MFC را در برابر فعالیت قارچی نشان داد (هر دو با ۰/۰۰۶۲۵mg/mL ). دورۀ کامل درمان ۲۱ روزه با تربینافین به کمک محلول ساخته شده از عصارۀ متانول ۸۰ درصد از ریشۀ P. farcta به ۱۰ روز کاهش یافت.
نتیجه‌گیری: P. farcta می‌تواند در مقایسه با آمفوتریسین B به عنوان یک ماده ضدقارچی قدرتمند و ضد ایزوله‌های بالینی درماتوفیت مقاوم به تربینافین، در نظر گرفته شود.
واژه‌های کلیدی: درماتوفیت‌ها، گزارش Ethnobotanical، Prosopis farcta، مقاوم به تربینافین، Trichophyton mentagrophytes
نوع مطالعه: مقاله پژوهشی |
موضوع مقاله:
قارچ شناسی پزشکی
دریافت: 1400/5/20 | پذیرش: 1400/10/8 | انتشار الکترونیک: 1400/11/21
دریافت: 1400/5/20 | پذیرش: 1400/10/8 | انتشار الکترونیک: 1400/11/21
فهرست منابع
1. Armstrong-James D, Brown GD, Netea MG, Zelante T, Gresnigt MS, van de Veerdonk FL, et al. Immunotherapeutic approaches to treatment of fungal diseases. Lancet Infect Dis. 2017;17(12):e393-e402. [DOI:10.1016/S1473-3099(17)30442-5]
2. Ghajari A, Lotfali E, Norouzi M, Arab-Mazar Z. First report of Vulvovaginitis due to Cryptococcus magnus in Iran. Curr Med Mycol. 2018;4(1):30. [DOI:10.18502/cmm.4.1.32] [PMID] [PMCID]
3. Nenoff P, Krüger C, Ginter‐Hanselmayer G, Tietz HJ. Mycology-an update. Part 1: Dermatomycoses: causative agents, epidemiology and pathogenesis. JDDG. 2014;12(3):188-210. [DOI:10.1111/ddg.12245] [PMID]
4. Darkes MJ, Scott LJ, Goa KL. Terbinafine. Am J Clin Dermatol. 2003;4(1):39-65. [DOI:10.2165/00128071-200304010-00005] [PMID]
5. Badali H, Mohammadi R, Mashedi O, de Hoog GS, Meis JF. In vitro susceptibility patterns of clinically important Trichophyton and Epidermophyton species against nine antifungal drugs. Mycoses. 2015;58(5):303-7. [DOI:10.1111/myc.12315] [PMID]
6. Fattahi A, Shirvani F, Ayatollahi A, Rezaei‐Matehkolaei A, Badali H, Lotfali E, et al. Multidrug‐resistant Trichophyton mentagrophytes genotype VIII in an Iranian family with generalized dermatophytosis: report of four cases and review of literature. Int J Dermatol. 2021;60(6):686-92. [DOI:10.1111/ijd.15226] [PMID]
7. Firooz A, Lotfali E, Fattahi M, Fattahi M, Miramin Mohammadi A, Shahrzad Kavkani M. A Case of Terbinafine-Resistant Tinea Cruris Caused by Trichophyton tonsurans. Case Rep Dermatol Med. 2021;2021:9611072. [DOI:10.1155/2021/9611072] [PMID] [PMCID]
8. Quiroga EN, Sampietro AR, Vattuone MA. Screening antifungal activities of selected medicinal plants. J Ethnopharmacol. 2001;74(1):89-96. [DOI:10.1016/S0378-8741(00)00350-0]
9. Jahromi MAF, Etemadfard H, Zebarjad Z. Antimicrobial and antioxidant characteristics of volatile components and ethanolic fruit extract of Prosopis farcta (Bank & Soland.). Trends Pharma Sci. 2018;4(3):177-86.
10. Salari S, Bahabadi SE, Samzadeh-Kermani A, Yosefzaei F. In-vitro evaluation of antioxidant and antibacterial potential of greensynthesized silver nanoparticles using Prosopis farcta fruit extract. Iran J Pharma Res. 2019;18(1):430.
11. Omidi A, Ghazaghi M. Prosopis farcta beans increase HDL cholesterol and decrease LDL cholesterol in ostriches (Struthio camelus). Trop Anim Health Prod. 2013;45(2):431-4. [DOI:10.1007/s11250-012-0234-x] [PMID]
12. Sharifi-Rad J, Hoseini-Alfatemi S, Sharifi-Rad M, Miri A. Phytochemical screening and antibacterial activity of different parts of the Prosopis farcta extracts against methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA). Minerva Biotecnol. 2014;26(4):287-93.
13. Al-Aboudi A, Afifi FU. Plants used for the treatment of diabetes in Jordan: a review of scientific evidence. Pharmal Biol. 2011;49(3):221-39. [DOI:10.3109/13880209.2010.501802] [PMID]
14. Al-Ameri AK. Evaluation of antimicrobial activity of aqueous extract ofProsopis farcta pods. Tikret J Pharma Sci. 2006;2(2):78-84.
15. Wayne P. Clinical and Laboratory Standards Institute: Reference method for broth dilution antifungal susceptibility testing of yeasts; approved standard. CLSI document M27-A3 and Supplement S. 2008;3:6-12.
16. Hay RJ, Calderon RA, Collins MJ. Experimental dermatophytosis: the clinical and histopathologic features of a mouse model using Trichophyton quinckeanum (mouse favus). J Invest Dermatol. 1983;81(3):270-4. [DOI:10.1111/1523-1747.ep12518292] [PMID]
17. Akroum S. Antifungal activity of camellia sinensis crude extracts against four species of candida and microsporum persicolor. Journal de mycologie medicale. 2018;28(3):424-7. [DOI:10.1016/j.mycmed.2018.06.003] [PMID]
18. Odds F, Ausma J, Van Gerven F, Woestenborghs F, Meerpoel L, Heeres J, et al. In vitro and in vivo activities of the novel azole antifungal agent R126638. Antimicrobial agents and chemotherapy. 2004;48(2):388-91. [DOI:10.1128/AAC.48.2.388-391.2004] [PMID] [PMCID]
19. Ahmad Nasrollahi S, Fattahi A, Naeimifar A, Lotfali E, Firooz A, Khamesipoor A, et al. The in vitro effect of nanoliposomal amphotericin B against two clinically important dermatophytes. Int J Dermatol. 2021. [DOI:10.1111/ijd.15609] [PMID]
20. Marquez L, Quave CL. Prevalence and therapeutic challenges of fungal drug resistance: role for plants in drug discovery. Antibiotics. 2020;9(4):150. [DOI:10.3390/antibiotics9040150] [PMID] [PMCID]
21. Ali‐Shtayeh M, Abu Ghdeib SI. Antifungal activity of plant extracts against dermatophytes. Mycoses. 1999;42(11‐12):665-72. [DOI:10.1046/j.1439-0507.1999.00499.x] [PMID]
22. Toreyhi H, Lotfali E, Fattahi A, Rezaee Y, Ghasemi R, Salimi-Sabour E. A Review on Anti Dermatophytosis Potential of Medicinal Plants: In-Vitro, In-Vivo and Important Components. Novelty Biomed.
23. Salimi-Sabour E, H Shirazi F, Mahboubi A, Mojab F, Irani M. Biological Activities and the Essential Oil Analysis of Cousinia harazensis and C. calocephala. Iranian Journal of Pharmaceutical Research. 2021;20(3):140-50.
24. Malheiros A, Cechinel Filho V, Schmitt CB, Yunes RA, Escalante A, Svetaz L, et al. Antifungal activity of drimane sesquiterpenes from Drimys brasiliensis using bioassay-guided fractionation. J Pharmal Sci. 2005;8(2):335-9.
25. Mishra AP, Sharifi-Rad M, Shariati MA, Mabkhot YN, Al-Showiman SS, Rauf A, et al. Bioactive compounds and health benefits of edible Rumex species-A review. Cell Mol Biol. 2018;64(8):27-34. [DOI:10.14715/cmb/2018.64.8.5]
26. Hsieh A, Quenan S, Riat A, Toutous-Trellu L, Fontao L. A new mutation in the SQLE gene of Trichophyton mentagrophytes associated to terbinafine resistance in a couple with disseminated tinea corporis. J Mycol Med. 2019;29(4):352-5. [DOI:10.1016/j.mycmed.2019.100903] [PMID]
27. Taghipour S, Shamsizadeh F, Pchelin IM, Rezaei-Matehhkolaei A, Mahmoudabadi AZ, Valadan R, et al. Emergence of terbinafine resistant Trichophyton mentagrophytes in Iran, harboring mutations in the squalene epoxidase (SQLE) gene. Infection and Drug Resistance. 2020;13:845. [DOI:10.2147/IDR.S246025] [PMID] [PMCID]
28. Burmester A, Hipler U, Uhrlaß S, Nenoff P, Singal A, Verma S, et al. Indian T. mentagrophytes squalene epoxidase erg1 double mutants show high proportion of combined fluconazole and terbinafine resistance. Mycoses. 2020. [DOI:10.1111/myc.13150] [PMID]
29. Saad AM, Ghareeb MA, Abdel-Aziz MS, Madkour HMF, Khalaf OM, El-Ziaty AK, et al. Chemical constituents and biological activities of different solvent extracts of Prosopis farcta growing in Egypt. J Pharma Phytother. 2017;9(5):67-76. [DOI:10.5897/JPP2017.0452]
30. Noroozi R, Sadeghi E, Yousefi H, Taheri M, Sarabi P, Dowati A, et al. Wound healing features of Prosopis farcta: in vitro evaluation of antibacterial, antioxidant, proliferative and angiogenic properties. Gene Rep. 2019;17:100482. [DOI:10.1016/j.genrep.2019.100482]
31. Maoz M, Neeman I. Antimicrobial effects of aqueous plant extracts on the fungi Microsporum canis and Trichophyton rubrum and on three bacterial species. Lett Appl Microbiol. 1998;26(1):61-3. [DOI:10.1046/j.1472-765X.1998.00277.x] [PMID]
32. Balakumar S, Rajan S, Thirunalasundari T, Jeeva S. Antifungal activity of Ocimum sanctum Linn.(Lamiaceae) on clinically isolated dermatophytic fungi. Asian Pac J Trop Med. 2011;4(8):654-7. [DOI:10.1016/S1995-7645(11)60166-1]
33. Mugnaini L, Nardoni S, Pistelli L, Leonardi M, Giuliotti L, Benvenuti MN, et al. A herbal antifungal formulation of Thymus serpillum, Origanum vulgare and Rosmarinus officinalis for treating ovine dermatophytosis due to Trichophyton mentagrophytes. Mycoses. 2013;56(3):333-7. [DOI:10.1111/myc.12034] [PMID]
34. Inouye S, Uchida K, Abe S. Volatile composition and vapour activity against Trichophyton mentagrophytes of 36 aromatic herbs cultivated in Chichibu district in Japan. Int J Aromather. 2006;16(3-4):159-68. [DOI:10.1016/j.ijat.2006.09.001]
35. Ahn D-J, Kwak Y-S, Kim M-J, Lee J-C, Shin C-S, Jeong K-T. Screening of herbal plant extracts showing antimicrobial activity against some food spoilage and pathogenic microorganisms. Korean J Med Crop Sci. 2000;8(2):109-16.
| بازنشر اطلاعات | |
 |
این مقاله تحت شرایط Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License قابل بازنشر است. |