سال 11، شماره 6 - ( بهمن-اسفند 1396 )
جلد 11 شماره 6 صفحات 166-158 |
برگشت به فهرست نسخه ها
Download citation:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
Amanloo S, Shams-Ghahfarokhi M. Comparison of the Long-Term Survival of Candida glabrata in Common Cryoprotectants Including; Glycerol, Glucose and Dimethyl Sulfoxide. Iran J Med Microbiol 2018; 11 (6) :158-166
URL: http://ijmm.ir/article-1-796-fa.html
URL: http://ijmm.ir/article-1-796-fa.html
امانلو سعید، شمس قهفرخی معصومه. مقایسۀ ماندگاری طولانیمدت کاندیدا گلابراتا در مواد نگهدارندۀ رایج شامل: گلیسرول، گلوکز و دی متیل سولفواکساید
. مجله میکروب شناسی پزشکی ایران. 1396; 11 (6) :158-166
1- گروه انگل‌شناسی و قارچ‌شناسی، دانشکدۀ پزشکی، دانشگاه علوم پزشکی و خدمات بهداشتی درمانی زنجان، زنجان، ایران ، s.amanloo@zums.ac.ir
2- گروه قارچ‌شناسی، دانشکدۀ پزشکی، دانشگاه تربیت مدرس، تهران، ایران
2- گروه قارچ‌شناسی، دانشکدۀ پزشکی، دانشگاه تربیت مدرس، تهران، ایران
چکیده: (7034 مشاهده)
زمینه و هدف: روش انجماد یکی از بهترین روش های نگهداری طولانیمدت برای قارچ ها است و استفاده از مواد نگهدارندۀ مناسب میتواند موفقیت این فرآیند را افزایش دهد. هدف از این مطالعه بررسی تأثیر مواد نگهدارندۀ مختلف در حفاظت از مخمر کاندیدا گلابراتا در شرایط انجماد است.
مواد و روش کار: در مطالعه مداخله ای-تجربی تعداد ۵۰ ایزولۀ بالینی کاندیدا گلابراتا در دمای انجماد و در داخل مواد نگهدارندۀ متداول شامل: گلیسرول ۱۰% و ۴۰%، گلوکز ۴% و دی متیل سولفواکساید ۱۰% نگهداری شد. پس از اتمام دورۀ انکوباسیون ۲ ساله، میزان موفقیت بازیابی نمونه ها در مواد نگهدارندۀ مختلف مقایسه و با استفاده از آمار توصیفی و آزمون آماری chi-square مورد ارزیابی قرار گرفت.
یافته‌ها: گلوکز ۴% با توانایی نگهداری ۱۰۰% نمونه ها به عنوان بهترین مادۀ محافظت کننده برای کاندیدا گلابراتا تعیین شد. همچنین گلیسرول ۴۰% و دی متیل سولفواکساید ۱۰% با بازیابی ۹۴% نمونه ها قابلیت بالایی در نگهداری مخمر داشتند. درمقابل گلیسرول ۱۰% کمترین اثر محافظتی را نشان داد. نمونه های کشت شده در لوله های شیبدار حاوی SDA و دمای ˚C۴ با بازیابی ۳۲ نمونه (۶۴%) اختلاف معنی داری با نگهداری در دمای انجماد داشت. همچنین بازیابی نمونه ها در محیط SDA نتایج بهتری نسبت به محیط SDB به همراه داشت.
نتیجه‌گیری: باتوجه به اینکه مواد نگهدارنده مختلف از قابلیت یکسانی در حفظ کاندیدا گلابراتا در شرایط انجماد برخوردار نیستند، انتخاب نوع و غلظت مناسب ماده نگهدارنده می تواند میزان بقای مخمر را در شرایط انجماد افزایش دهد.
مواد و روش کار: در مطالعه مداخله ای-تجربی تعداد ۵۰ ایزولۀ بالینی کاندیدا گلابراتا در دمای انجماد و در داخل مواد نگهدارندۀ متداول شامل: گلیسرول ۱۰% و ۴۰%، گلوکز ۴% و دی متیل سولفواکساید ۱۰% نگهداری شد. پس از اتمام دورۀ انکوباسیون ۲ ساله، میزان موفقیت بازیابی نمونه ها در مواد نگهدارندۀ مختلف مقایسه و با استفاده از آمار توصیفی و آزمون آماری chi-square مورد ارزیابی قرار گرفت.
یافته‌ها: گلوکز ۴% با توانایی نگهداری ۱۰۰% نمونه ها به عنوان بهترین مادۀ محافظت کننده برای کاندیدا گلابراتا تعیین شد. همچنین گلیسرول ۴۰% و دی متیل سولفواکساید ۱۰% با بازیابی ۹۴% نمونه ها قابلیت بالایی در نگهداری مخمر داشتند. درمقابل گلیسرول ۱۰% کمترین اثر محافظتی را نشان داد. نمونه های کشت شده در لوله های شیبدار حاوی SDA و دمای ˚C۴ با بازیابی ۳۲ نمونه (۶۴%) اختلاف معنی داری با نگهداری در دمای انجماد داشت. همچنین بازیابی نمونه ها در محیط SDA نتایج بهتری نسبت به محیط SDB به همراه داشت.
نتیجه‌گیری: باتوجه به اینکه مواد نگهدارنده مختلف از قابلیت یکسانی در حفظ کاندیدا گلابراتا در شرایط انجماد برخوردار نیستند، انتخاب نوع و غلظت مناسب ماده نگهدارنده می تواند میزان بقای مخمر را در شرایط انجماد افزایش دهد.
نوع مطالعه: مقاله پژوهشی |
موضوع مقاله:
قارچ شناسی پزشکی
دریافت: 1396/9/28 | پذیرش: 1396/10/2 | انتشار الکترونیک: 1396/12/28
دریافت: 1396/9/28 | پذیرش: 1396/10/2 | انتشار الکترونیک: 1396/12/28
فهرست منابع
1. Fong Y, Anuar S, Lim H, Tham F, Sanderson F. A modified filter paper technique for long-term preservation of some fungal cultures. Mycologist. 2000;14(3):127-30. [DOI]
2. Colauto NB, Cordeiro FA, Geromini KVN, de Lima TG, Lopes AD, Nunes RAR, et al. Viability of Agaricus blazei after long-term cryopreservation. Ann Microbiol. 2012;62(2):871-6. [DOI]
3. Hu X, Webster G, Xie L, Yu C, Li Y, Liao X. A new method for the preservation of axenic fungal cultures. J Microbiol Methods. 2014;99:81-3. [DOI] [PubMed]
4. Homolka L. Methods of cryopreservation in fungi. Laboratory protocols in fungal biology. New York: Springer; 2013. 9-16. [DOI]
5. Tan C, Van Ingen C, Talsma H, Van Miltenburg J, Steffensen C, Vlug IA, et al. Freeze-drying of fungi: influence of composition and glass transition temperature of the protectant. Cryobiology. 1995;32(1):60-7. [DOI]
6. Tan C, Vlug IA, Stalpers J, Van Ingen C. Microscopical observations on the influence of the cooling rate during freeze-drying of conidia. Mycologia. 1994:281-9. [DOI]
7. Burdsall Jr HH, Dorworth EB. Preserving cultures of wood-decaying Basidiomycotina using sterile distilled water in cryovials. Mycologia. 1994:275-80. [DOI]
8. Homolka L, Lisá L, Eichlerová I, Nerud F. Cryopreservation of basidiomycete strains using perlite. J Microbiol Methods. 2001;47(3):307-13. [DOI]
9. Homolka L, Lisá L, Nerud F. Basidiomycete cryopreservation on perlite: evaluation of a new method. Cryobiology. 2006;52(3):446-53. [DOI] [PubMed]
10. Homolka L, Lisá L, Nerud F. Viability of basidiomycete strains after cryopreservation: comparison of two different freezing protocols. Folia Microbiol. 2003;48(2):219-26. [DOI]
11. Ryan MJ, Smith D. Fungal genetic resource centres and the genomic challenge. J Mycopathol Res.2004;108 (12):1351-62. [DOI]
12. Smith JE, McKay D, Molina R. Survival of mycorrhizal fungal isolates stored in sterile water at two temperatures and retrieved on solid and liquid nutrient media. Can J microbiol. 1994;40(9):736-42. [DOI]
13. Espinel-Ingroff A, Montero D, Martin-Mazuelos E. Long-term preservation of fungal isolates in commercially prepared cryogenic Microbank vials. J clin microbiol. 2004;42(3):1257-9. [DOI] [PubMed]
14. Smith D. The use of cryopreservation in the ex-situ conservation of fungi. Cryo-letters. 1998;19(2):79-90.
15. Diniz‐Mendes L, Bernardes E, De Araujo P, Panek A, Paschoalin V. Preservation of frozen yeast cells by trehalose. Biotechnol Bioeng. 1999;65(5):572-8. [DOI]
16. Hubalek Z. Protectants used in the cryopreservation of microorganisms. Cryobiology. 2003;46(3):205-29. [DOI]
17. Dumont F, Marechal P-A, Gervais P. Cell size and water permeability as determining factors for cell viability after freezing at different cooling rates. Appl Environ Microbiol. 2004;70(1):268-72. [DOI] [PubMed]
18. Pfaller M, Diekema D. Epidemiology of invasive candidiasis: a persistent public health problem. Clin Microbiol Rev. 2007;20(1):133-63. [DOI] [PubMed]
19. Pfaller M, Castanheira M, Lockhart S, Ahlquist A, Messer S, Jones R. Frequency of decreased susceptibility and resistance to echinocandins among fluconazole-resistant bloodstream isolates of Candida glabrata. J Clin Microbiol. 2012;50(4):1199-203. [DOI] [PubMed]
20. Homolka L, Lisá L, Kubátová A, Váňová M, Janderová B, Nerud F. Cryopreservation of filamentous micromycetes and yeasts using perlite. Folia Microbiol. 2007;52(2):153. [DOI]
21. Chetverikova E. The problem of stability of organisms after cryopreservation (fungi as example). Biophysics. 2009;54(5):626-30. [DOI]
22. Luo G, Mitchell TG. Rapid identification of pathogenic fungi directly from cultures by using multiplex PCR. J Clin Microbiol. 2002;40(8):2860-5. [DOI] [PubMed]
23. Jong S-C, Birmingham JM. Cultivation and preservation of fungi in culture. In: Systematics and Evolution. edn. Berlin: Springer; 2001.193-202. [DOI]
24. Crespo M, Abarca M, Cabañes F. Evaluation of different preservation and storage methods for Malassezia spp. J Clin Microbiol. 2000;38(10):3872-5. [PubMed]
25. Ryan M, Jeffries P, Bridge P, Smith D. Developing cryopreservation protocols to secure fungal gene function. Cryo letters. 2001;22(2):115-24.
26. Stummel B, Zanke T, Scott E. Cryopreservation of air-dried conidia of Uncinula necator. Australas Plant Pathol. 1999;28(1):82-4. [DOI]
27. Voyron S, Roussel S, Munaut F, Varese GC, Ginepro M, Declerck S, Marchisio VF. Vitality and genetic fidelity of white-rot fungi mycelia following different methods of preservation. mycol res. 2009; 113(10):1027-38. [DOI] [PubMed]
28. Homolka L, Lisá L, Eichlerová I, Valášková V, Baldrian P. Effect of long-term preservation of basidiomycetes on perlite in liquid nitrogen on their growth, morphological, enzymatic and genetic characteristics. Fungal biology. 2010; 114 (11):929-935. [DOI] [PubMed]
29. Li S, Liu W, Lin L. On-chip cryopreservation of living cells. JALA: J Lab Autom. 2010;15(2):99-106. [DOI]
30. Kitamoto Y, Suzuki A, Shimada S, Yamanaka K. A new method for the preservation of fungus stock cultures by deep-freezing. Mycoscience. 2002;43(2):143-9. [DOI]
31. Singh S, Upadhyay R, Kamal S, Tiwari M. Mushroom cryopreservation and its effect on survival, yield and genetic stability. Cryo Letters. 2004;25(1):23-32.
32. Sanchez Y, Taulien J, Borkovich K, Lindquist S. Hsp104 is required for tolerance to many forms of stress. The EMBO journal. 1992;11(6):2357-64. [PubMed]
33. Lindquist S, Craig E. The heat-shock proteins. Annu Rev Genet. 1988;22(1):631-77. [DOI] [PubMed]
34. Hottiger T, Boller T, Wiemken A. Rapid changes of heat and desiccation tolerance correlated with changes of trehalose content in Saccharomyces cerevisiae cells subjected to temperature shifts. FEBS letters. 1987;220(1):113-5. [DOI]
ارسال پیام به نویسنده مسئول
| بازنشر اطلاعات | |
 |
این مقاله تحت شرایط Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License قابل بازنشر است. |
